Разработка метода флуоресцентно-констрастирующего иммуноокрашивания для 3D-визуализации астроцитарной ультраморфологии

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Изменение астроцитарной ультраморфологии может лежать в основе развития нейродегенеративных процессов на их ранних стадиях. Однако механизмы ее изменения до настоящего времени изучены мало, поскольку размеры периферических астроцитарных отростков, формирующих основу астроцитарного синаптического покрытия, лежат за пределами разрешающей способности большинства методов оптической микроскопии (ОМ). В свою очередь, недостатком перспективных для таких исследований методов электронной (ЭМ) и сканирующей зондовой микроскопии (СЗМ) является отсутствие возможности определения целевого участка исследования за счет одновременного использования флуоресцентной микроскопии иммуноокрашенных клеток и возможности полноценного 3D-анализа образцов. В данной работе рассмотрена концепция решения вышеуказанной проблемы за счет применения инструментального подхода, объединяющего в рамках единого аппаратного комплекса методы СЗМ и ОМ совместно с ультрамикротомией в качестве метода восстановления 3D-структуры образца. Для реализации предлагаемой комбинированной методики (оптико-зондовой нанотомографии) в данной статье представлена разработка первой стадии создания специализированных флуоресцентно-контрастирующих меток на основе конъюгатов флуоресцентных полупроводниковых нанокристаллов и однодоменных антител. Такой тип метки обеспечит как иммуноокрашивание “зоны интереса” для восстановления 3D астроцитарной ультраморфологии, так и контрастирование астроцитов методом СЗМ.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

К. Е. Мочалов

ФГБУН “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН

Email: voleinik@mail.ru
Россия, 117997 Москва, ул. Миклухо-Маклая, 16/10

О. И. Сутягина

ФГБУН “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН; Институт биологии развития им. Н.К. Кольцова РАН

Email: voleinik@mail.ru
Россия, 117997 Москва, ул. Миклухо-Маклая, 16/10; 119334 Москва, ул. Вавилова, 26

А. В. Алтунина

ФГБУН “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН; ФГ АОУ ВО “Московский физико-технический институт (национальный исследовательский университет)”

Email: voleinik@mail.ru
Россия, 117997 Москва, ул. Миклухо-Маклая, 16/10; 141701 Долгопрудный, Институтский пер., 9

Д. О. Соловьева

ФГБУН “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН

Email: voleinik@mail.ru
Россия, 117997 Москва, ул. Миклухо-Маклая, 16/10

А. Е. Ефимов

ФГБУ “Национальный медицинский исследовательский центр трансплантологии и искусственных органов имени академика В.И. Шумакова” Минздрава России

Email: voleinik@mail.ru

Laboratory of Bionanotechology

Россия, 123182 Москва, ул. Щукинская, 1

В. А. Жучков

ФГБУН “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН

Email: voleinik@mail.ru
Россия, 117997 Москва, ул. Миклухо-Маклая, 16/10

С. П. Чумаков

ФГБУН “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН

Email: voleinik@mail.ru
Россия, 117997 Москва, ул. Миклухо-Маклая, 16/10

В. А. Олейников

ФГБУН “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН; Национальный исследовательский ядерный университет МИФИ (Московский инженерно-физический институт)

Автор, ответственный за переписку.
Email: voleinik@mail.ru
Россия, 117997 Москва, ул. Миклухо-Маклая, 16/10; 115409 Москва, Каширское шоссе, 31

Список литературы

  1. Verkhratsky A., Rodríguez J.J., Parpura V. // Cell Tissue Res. 2014. V. 2. P. 493–503. https://doi.org/10.1007/s00441-014-1814-z
  2. Verkhratsky A., Zorec R., Rodríguez J.J., Parpura V. // Curr. Opin. Pharmacol. 2016. V. 26. P. 74–79. https://doi.org/10.1016/j.coph.2015.09.011
  3. Popov A., Brazhe A., Denisov P., Sutyagina O., Li L., Lazareva N., Verkhratsky A., Semyanov A. // Aging Cell. 2021. V. 20. P. e13334. https://doi.org/10.1111/acel.13334
  4. Kelly P., Hudry E., Hou S.S., Bacskai B.J. // Front. Aging Neurosci. 2018. V. 10. P. 1–8. https://doi.org/10.3389/fnagi.2018.0021
  5. Hefendehl J.K., LeDue J., Ko R.W., Mahler J., Murphy T.H., MacVicar B.A. // Nat. Commun. 2016. V. 7. P. 13441. https://doi.org/10.1038/ncomms13441
  6. Allen N.J., Barres B.A. // Nature. 2009. V. 7230. P. 675–677. https://doi.org/10.1038/457675a
  7. Verkhratsky A., Nedergaard M. // Physiol. Rev. 2018. V. 1. P. 239–389. https://doi.org/10.1152/physrev.00042.2016
  8. Takano T., Tian G.-F., Peng W., Lou N., Libionka W., Han X., Nedergaard M. // Nat. Neurosci. 2006. V. 9. P. 260–267. https://doi.org/10.1038/nn1623
  9. Garwood C.J., Ratcliffe L.E., Simpson J.E., Heath P.R., Ince P.G., Wharton S.B. // Neuropathol. Appl. Neurobiol. 2017. V. 4. P. 281–298. https://doi.org/10.1111/nan.12338
  10. Araque A., Parpura V., Sanzgiri R.P., Haydon P.G. // Trends. Neurosci. 1999. V. 5. P. 208–215. https://doi.org/10.1016/s0166-2236(98)01349-6
  11. Papouin T., Dunphy J., Tolman M., Foley J.C., Haydon P.G. // Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci. V. 1715. P. 20160154. https://doi.org/10.1098/rstb.2016.0154
  12. Rimmele T.S., Rosenberg P.A. // Neurochem. Int. 2016. V. 98. P. 19–28. https://doi.org/10.1016/j.neuint.2016.04.010
  13. Verkhratsky A., Zorec R., Rodriguez J.J., Parpura V. // Opera Med. Physiol. 2016. V. 1. P. 13–22.
  14. Dossi E., Vasile F., Rouach N. // Brain Res. Bull. 2018. V. 136. P. 139–156. https://doi.org/10.1016/j.brainresbull.2017.02.001
  15. Heller J.P., Rusakov D.A. // Glia. 2015. V. 63. P. 2133–2151. https://doi.org/10.1002/glia.22821
  16. Hennebelle M., Champeil-Potokar G., Lavialle M., Vancassel S., Denis I. // Nutr. Rev. 2014. V. 72. P. 99–112. https://doi.org/10.1111/nure.12088
  17. Perez-Alvarez A., Navarrete M., Covelo A., Martin E.D., Araque A. // J. Neurosci. 2014. V. 34. P. 12738–12744. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.2401-14.2014
  18. Murphy-Royal C., Dupuis J.P., Varela J.A., Panatier A., Pinson B., Baufreton J., Groc L., Oliet S.H. // Nat. Neurosci. 2015. V. 2. P. 219–226. https://doi.org/10.1038/nn.3901
  19. Patrushev I., Gavrilov N., Turlapov V., Semyanov A. // Cell Calcium. 2013. V. 54. P. 343–349. https://doi.org/10.1016/j.ceca.2013.08.003
  20. Caplan J., Niethammer M., Taylor R.M., Czymmek K.J. // Curr. Opin. Struct. Biol. 2011. V. 21. P. 686–693. https://doi.org/10.1016/j.sbi.2011.06.010
  21. Spiegelhalter C., Tosch V., Hentsch D., Koch M., Kessler P., Schwab Y., Laporte J. // PLoS One. 2010. V. 5. P. e9014. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0009014
  22. Miranda A., Gómez-Varela A.I., Stylianou A., Hirvonen L.M., Sánchez H., De Beule P.A.A. // Nanoscale. 2021. V. 13. P. 2082–2099. https://doi.org/10.1039/d0nr07203f
  23. Rothbauer U., Zolghadr K., Tillib S., Nowak D., Schermelleh L., Gahl A., Backmann N., Conrath K., Muyldermans S., Cardoso M.C., Leonhardt H. // Nat. Methods. 2006. V. 3. P. 887–889. https://doi.org/10.1038/nmeth953
  24. Perruchini C., Pecorari F., Bourgeois J.P., Duyckaerts C., Rougeon F., Lafaye P. // Acta Neuropathol. 2009. V. 118. P. 685–695. https://doi.org/10.1007/s00401-009-0572-6
  25. Muyldermans S. // Annu. Rev. Biochem. 2013. V. 82. P. 775–797. https://doi.org/10.1146/annurev-biochem-063011-092449
  26. Fang T., Lu X., Berger D., Gmeiner C., Cho J., Schalek R., Ploegh H., Lichtman J. // Nat. Methods. 2018. V. 15. P. 1029–1032. https://doi.org/10.1038/s41592-018-0177-x
  27. Wu M., Petryayeva E., Medintz I.L., Algar W.R. // Methods Mol. Biol. 2014. V. 1199. P. 215–239. https://doi.org/10.1007/978-1-4939-1280-3_17
  28. Sukhanova A., Venteo L., Devy J., Artemyev M., Oleinikov V., Pluot M., Nabiev I. // Lab. Inves. 2002. V. 82. P. 1259–1261. https://doi.org/10.1097/01.lab.0000027837.13582.e8
  29. Milosivic N.T., Ristanovic D. // J. Theor. Biol. 2007. V. 245. P. 130–140.
  30. Wu C.C., Reilly J.F., Young W.G., Morrison J.H., Bloom F.E. // Cereb. Cortex. 2004. V. 14. P. 543–554. https://doi.org/10.1093/cercor/bhh016
  31. Ferreira T.A., Blackman A.V., Oyrer J., Jayabal S., Chung A.J., Watt A.J., Sjöström P.J., van Meyel D.J. // Nat. Methods. 2004. V. 11. P. 982–984. https://doi.org/10.1038/nmeth.3125
  32. Efimov A.E., Agapov I.I., Agapova O.I., Oleinikov V.A., Mezin A.V., Molinari M., Nabiev I., Mochalov K.E. // Rev. Sci. Instrum. 2017. V. 88. P. 023701. https://doi.org/10.1063/1.4975202
  33. Mochalov K.E., Chistyakov A.A., Solovyeva D.O., Mezin A.V., Oleinikov V.A., Vaskan I.S., Molinari M., Agapov I.I., Nabiev I., Efimov F.E. // Ultramicroscopy. 2017. V. 182. P. 118–123. https://doi.org/10.1016/j.ultramic.2017.06.022
  34. Efimov A.E., Bobrovsky A.Y., Agapov I.I., Agapova O.I., Oleinikov V.A., Nabiev I.R., Mochalov K.E. // Tech. Phys. Lett. 2016. V. 42. P. 171–174. https://doi.org/10.1134/S1063785016020231

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Концепция использования флуоресцентно-контрастирующих меток на основе конъюгатов наноантител (НТ) и флуоресцентных полупроводниковых нанокристаллов (НК) для визуализации объемной ультраструктуры астроцитов методом ОЗНТ.

Скачать (57KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Визуализация астроцитов гиппокампа мыши C57Bl6 (зона stratum radiatyum). (а) – Иммуноцитохимическое окрашивание с использованием антител IgG-GFAP; (б) – иммуноцитохимическое окрашивание с использованием наноантител E9-GFAP; (в) – плотность астроцитов в зоне stratum radiatum (число астроцитов на 250 000 мкм2) при окрашивании IgG-GFAP и E9-GFAP; (г) – профиль 2D-анализа Шолля (количество пересечений астроцитарных отростков с концентрическими сферами с центром в середине клеточной сомы) одиночных астроцитов при окрашивании IgG-GFAP и E9-GFAP.

Скачать (147KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024